慢病毒感染贴壁细胞的实验是生物学研究中常用的技术，尤其在基因功能研究、基因编辑以及细胞治疗等领域。本文将详细解析这一实验步骤的关键点。
慢病毒（Lentivirus）是基于人免疫缺陷病毒（HIV）改造而成的一种病毒载体，其基因组由RNA构成。这种病毒的独特之处在于它不仅能够感染处于分裂状态的细胞，还能感染非分裂的细胞。一旦慢病毒成功感染细胞，其RNA基因组会在细胞质中反转录为DNA，形成DNA整合前复合体。接下来，这个DNA会整合到宿主细胞的基因组中，实现长期稳定的基因表达。整合后的DNA被转录为mRNA，mRNA随后进入细胞质，表达出目的蛋白或者产生小RNA，实现持久的基因干预效果。
实验步骤如下：
1. **细胞准备**：选取生长状况良好的目的细胞，根据24孔板的规格，一般每个孔添加500μl培养基，细胞密度通常为5-8x10^4 cells/孔，确保细胞在第二天能到达30-40%的融合率，这是理想的病毒感染状态。
2. **病毒感染**：计算合适的感染剂量（MOI值），这取决于目标细胞对病毒的敏感性和所需的感染效率。病毒加药量可以通过公式（细胞数×MOI值/病毒原液滴度）×10^3来计算。然后，弃去部分培养基，加入病毒和感染增强剂，如polybrene，以维持500μl的总液体量。polybrene的浓度通常为5μg/ml，但需根据细胞类型调整，过量或长时间暴露可能对细胞有毒性。
3. **细胞处理**：病毒感染后8-12小时，检查细胞状态。如果细胞状态不佳，应立即更换新鲜培养基；如果细胞状态良好，可在24小时内换液，但不建议超过24小时。换液后继续在5%CO2环境中培养。
4. **观察结果**：感染后72小时，通过荧光显微镜评估慢病毒感染效率。如果荧光信号弱，可以延长至96小时再观察。若96小时后仍无荧光，则表明实验可能失败。
慢病毒感染实验的成功关键在于精确控制MOI值，优化polybrene浓度，以及适时的细胞状态监控。每个步骤都需要精细操作，以确保目的基因的有效导入和稳定表达。此外，对于不同类型的细胞，可能需要调整实验参数，因此实验者需要根据具体情况进行微调，以达到最佳的感染效果。
